Modulhandbuch

Bioanalytik

Empf. Vorkenntnisse

Modul Analytische Chemie sollte abgeschlossen sein.

Lehrform Vorlesung/Labor
Lernziele

Die messtechnischen Anforderungen zur Bestimmung biochemischer Parameter erfolgen immer unter Berücksichtigung biologischer Vorgänge in Kombination mit einer Anwendung physikalischer Gesetze. Diese Kombination zweier doch sehr entfernt voneinander liegender Wissensgebiete bedarf eines erheblichen Abstrahierungsgrades und setzt neben viel Erfahrung eine naturwissenschaftlich-technische Logik voraus, die eingeübt sein will.

Die Studierenden müssen in den Modulbausteinen `Bioanalytik`und `Bioanalytik Labor` die biochemische und physikalisch-chemische Fachterminologie der Bioanalytik, die Grundlagen der Spektroskopie und der Chromatographie, das Instrumentarium und das grundsätzliche Herangehen an Problembehandlungen so beherrschen, dass sie diese auf konkrete Messprobleme übertragen und anwenden können. Im Modulbaustein `Bioanalytik` werden die biologischen Grundlagen und die Funktion von RNA und DNA wie auch Enzymen behandelt.

Weiter werden die physikalisch-chemischen Messprinzipien der Bioanalytik wie Spektroskopie und Chromatographie besprochen. Schwerpunkt ist insbesondere der Anwendungsbereich der Gelelektrophorese. Die Studierenden müssen in der Lage sein, auf dem Gebiet der Bioanalytik
1) die wichtigsten biochemischen Bausteine wie Eiweiß, Fette und Kohlenhydrate sowie deren Funktionen in biochemischen Prozessen kennen,
2) die Funktion der DNA kennen und die Prinzipien der DNA-Replikation erläutern können,
3) die wichtigsten spektroskopischen (UV-vis, 1H-NMR, Fluoreszenz-Spektroskopie) und chromatographischen Verfahren (TLC, HPLC, Kapillar- und Flachbett-Elektrophorese) kennen,
4) die Grundlagen der Proteinaufarbeitung und die Messung von Enzymaktivitäten kennen,
5) die wichtigsten Arten von Enzymtests sowie ihre Anwendungen im Bereich der Trockenchemie kennen,
6) die Grundlagen der ELISA-Analytik beherrschen,
7) die wichtigsten Methoden zur Lipid-, Vitamin-, Aminosäure- und Kohlenhy-dratanalytik kennen,
8) die Grundlagen der Nucleotid- und DNA-Analytik beherrschen,
9) sowie die wichtigsten PCR-Methoden kennen.


Die moderne Bioanalytik mit ihrem zunehmenden Einsatz von Hochdurchsatzmethoden führt zu einer sprunghaften Zunahme von biologischen Daten, die - sinnvoll genutzt - gewaltige Anwendungspotentiale beinhalten. In dem Modulbaustein `Bioinformatik mit Labor` werden daher öffentlich zugängliche Quellen für biologische Informationen, v.a. Sequenz- und Literaturdatenbanken, vorgestellt und deren Nutzung für die Biotechnologie theoretisch und praktisch eingeübt. Notwendige Grundlagen der Molekularbiologie werden in der Lehrveranstaltung ergänzt.

Die Studierenden sollen

10) die Bedeutung der Bioinformatik für die Entwicklung in der Medizin und Biotechnologie kennen,11) die behandelten biologischen und informationstechnischen Grundlagen und Anwendungen von
Sequenzalignments wiedergeben können,
12) selbständig Informationen in primären und abgeleiteten Datenbanken finden und
13) die vorgestellten Methoden von paarweisen und multiplen Sequenzalignmnents anwenden und beurteilen können.

Dauer 1 Semester
SWS 4.0
Aufwand
  • Lehrveranstaltung:60 h
  • Selbststudium/
    Gruppenarbeit:60 h

  • Workload:120 h
Leistungspunkte und Noten

Bioanalytik: Klausurarbeit, 60 Min.

Bioanalytik Labor: Laborarbeit

Die Modulnote entspricht der Klausurnote.

ECTS 4.0
Modulverantw.

Prof. Dr. rer. nat. Bernd Spangenberg

Max. Teilnehmer 0
Empf. Semester 6
Häufigkeit jedes Jahr (SS)
Verwendbarkeit

Bachelor BT - Hauptstudium

Veranstaltungen Bioanalytik
Art Vorlesung
Nr. M+V539
SWS 2.0
Lerninhalt

A) Zellaufarbeitung. Behandelt werden schonende und denaturierende Fällungen sowie Dichtezentrifugation.
B) Enzymaktivität. Vorgestellt werden Anwendung von Enzymen zur Bestimmung von Acetylcholin-Esterasehemmern, Lactose, Blutzucker, Cholesterin, Creatin und Creatinin, Harnsäure und Triglyceride. Es werden Antikörper behandelt und der ELISA-Test vorgestellt.
C) Statistik. Die wichtigsten Grundlagen der Statistik (Gauß'sche Fehlerfortpflanzungsgesetz) werden vorgestellt.
D) Lipide, Funktion von Lipiden und deren Messung werden angesprochen.
E) Zucker. Die Bedeutung von Zuckern sowie deren Bestimmungsmöglichkeiten werden erörtert.
F) Aminosäuren, Die wichtigsten Bestimmungsmethoden für Aminosäuren mittels HPLC werden behandelt. Die Bestimmung von Proteinsequenzen über Edmann-Abbau werden besprochen wie auch Elektrophorese-Trennungsmethoden von Proteinen.
G) Nucleotid- und DNA-Analytik, DNA-Extraktion, Reinheitsbestimmung, Funktion von Restriktionsenzymen, DNA-Elektrophoresemethoden, Fluoreszenz- und Silberfärbung, PCR-Methode, Primerdesign für die PCR, Sanger-Sequenzierung von DNA, Bestimmung von Proteinstrukturen mittels 1H-NMR.


Lehrform
In der Vorlesung werden die bioanalytischen Fragestellungen anhand konkreter Beispiele vorgestellt. Dabei wird nicht die Methode und ihre praktische Anwendungen besprochen. Es werden Tafelarbeit, Overheadfolien und Computeranimationen eingesetzt. Die naturwissenschaftlichen Zusammenhänge werden unter Verwendung der Fachterminologie beschrieben, und die Anwendung der mathematischen Methoden, insbesondere der Fehlerrechung, werden geübt.

Literatur
  • Bioanalytik, F. Lottspeich, H. Zarbar (Hrsg.), Spektrum-Verlag, 1998
  • Gentechnische Methoden, G. Schrimpf (Hrsg.), Spektrum, 2002
Bioanalytik Labor
Art Labor
Nr. M+V540
SWS 2.0
Lerninhalt

Versuch 0: Laboreinführung, Seminar zur Sicherheitstechnik
Versuch 1: HPTLC-Bestimmung von Phospholipiden einer Gehirnprobe oder von Cholesterin in Eigenblut
Versuch 2: Nucleotidbestimmung einer DNA-Probe mittels Kapillarelektrophorese
Versuch 3: Grundlagen der HPLC anhand einer Aminosäurebestimmung von Eigenurin
Versuch 4: Polyacrylamid-Gelelektrophorese von Muskeleiweiß (mit Comassie-Färbung) aus verschiedenen Fischen zur Abschätzung ihrer phylogenetischen Beziehung untereinander
Versuch 5: Durchführung einer Polymerkettenreaktion (PCR) zur Vervielfältigung einer DNA-Probe (mit
denaturierender PAGE und Silberfärbung)
Versuch 6: Quantitative enzymatische Bestimmung von Ethanol in Bier (mit Fehlerrechnung)


Die Versuche werden in Gruppen zu zwei bis drei Studierenden durchgeführt.

Literatur

siehe Vorlesung Chemische Messtechnik, 2000


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